一、常用实验动物的种类及选择
（一）常用实验动物的种类
实验动物是指经过人工繁殖、饲养，对其身上携带的微生物、寄生虫进行控制，遗传背景明确，来源清楚的动物品系。它们是用于科研、教学等方面的实验对象。实验动物按遗传学控制可分为三类：
1.近交系实验动物即纯系动物：是指经连续20代（或以上）的全同胞兄妹交配（或者亲代与子代交配）培育而成，近交系数应大于99%，品系内所有个体可追溯到起源于第20代或以后代数的一对共同祖先的品系。
2.封闭群动物：以非近亲交配方式进行繁殖生产的实验动物种群，在不从外部引入新个体的条件下，至少连续繁殖4代以上者，称为一个封闭群。封闭群是一个与外界隔离的动物群体，不从外部引进新的个体，即不引进新基因，同时避免近亲交配，不让群内基因丢失。封闭状态和随机交配，使群内基因频率能够保持稳定不变，从而使群体在一定范围内保持相对稳定的遗传特征。
3.杂交一代动物（F1代）：两个不同近交系杂交所生的第一代动物称为杂交一代动物或F1代。
（二）常用实验动物的选择
机能实验常用的动物有蛙、蟾蜍、家兔和小鼠等，常根据实验目的和要求选用相应的实验动物。不同实验动物的特点各不相同，故所选用的实验动物应能较好的反映实验药物的选择性作用，并符合节约的原则。现简单介绍常用实验动物的特点及其在机能实验中的应用。
1.蛙和蟾蜍
离体蛙和蟾蜍的心脏能较持久、有节律的搏动，故蛙和蟾蜍常用于制备体外心脏标本，常用于观察药物对心脏的作用。其坐骨神经腓肠肌标本可用来观察药物对外周神经或神经骨骼肌接头的作用。整体蛙和蟾蜍还可用于中枢神经系统兴奋部位的分析。
2.家兔
家兔容易饲养，比较驯服，有较大的体形，其耳缘静脉又便于注射给药及采血，为机能实验中用得较多的一种动物。兔可用于直接测量、记录心电图、血压、呼吸以及脑电图等实验。因兔的体温比较稳定，故可用于解热药实验与注射剂的致热原检查。体外兔心脏可作为观察药物对哺乳类心脏直接作用的合适模型。体外兔耳和兔肠常用于观察药物对血管和肠道平滑肌的作用。
3.小鼠
小鼠人工饲养、易于繁殖且价廉，故应用较为广泛。特别是用于需要大量实验动物的研究，如药物筛选，半数致死量的测定，药物效价比较，抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究。此外，破坏小脑、去大脑僵直等实验也选用小鼠。
二、常用实验动物的捉持、固定和剪毛
（一）常用实验动物的捉持
1.蛙和蟾蜍的捉持法：通常以左手握持，用食指和中指夹住左前肢，用拇指压住右前肢，将后肢拉直，用无名指及小指夹住。
2.家兔的捉持法：用一手抓住兔颈部皮肤，将兔提起，另一手托其臀部，使兔呈坐立姿势。
3.小鼠的捉持法：以右手提鼠尾，将小鼠轻轻向后拉，这样可使小鼠固定在粗糙面上。以右手的拇指及食指捏其双耳及头部皮肤，无名指、小指和掌心夹其背部皮肤和尾部，便可将小鼠牢固捉持。
（二）常用实验动物（家兔）的固定和剪毛
为方便实验手术操作和结果记录，一般应将麻醉动物固定于手术台上。固定动物的方法和姿势依实验内容而定。仰卧位固定是机能实验中最常用的固定姿势，适合于颈部、胸部、腹部和股部的实验。固定方法是将动物仰卧，用细绳一端钩住动物上门齿，另一端稍加牵引系在手术台前端的铁柱上，以固定头部。四肢的固定方法是先用四根绳子分别打活结套在动物的四肢腕、踝关节近端并稍拉紧，另一端缚于手术台两侧。俯卧位固定适合于颅脑和脊髓实验，用同样的方法固定四肢，头部可根据实验要求固定于立体定位仪、马蹄形头固定器，或用细绳钩住上门齿，系缚于手术台前端的铁柱上。
动物固定后，应剪去手术部位皮肤的毛，以暴露皮肤。剪毛宜用弯头剪刀或家庭用粗剪刀，不能用组织剪，更不能用眼科剪。剪毛范围应大于皮肤切口（具体部位及范围由拟定皮肤切口部位和大小而定），为避免剪伤皮肤，实验者可用左手拇指和食指绷紧皮肤，右手持剪刀平贴皮肤，逆着毛的方向进行剪毛，并随时将剪下的毛放入指定容器中，以防毛进入仪器或污染实验环境。剪毛后可用湿纱布擦试局部，以清除残留的毛。
三、动物实验常用的麻醉方法
在急慢性动物实验中，手术前均应将动物麻醉，以减轻或消除动物的痛苦，保持动物处于安静状态。
（一）常用麻醉药
1.挥发性麻醉药。常用药物为乙醚。乙醚为无色易挥发的液体，有特殊的刺激性气味，易燃易爆，应用时应远离火源。乙醚可用于多种动物的麻醉，麻醉时对动物的呼吸、血压无明显影响，麻醉速度快，维持时间短，更适合于时间短的手术和实验，如去大脑僵直、小脑损毁实验等，也可用于凶猛动物的诱导麻醉。
2.非挥发性麻醉药。常用药物有两种：
（1）
氨基甲酸乙酯（又称乌拉坦）：该药易溶解于水，在水溶液中稳定，一般配制成20%～25%的水溶液，常用于兔、狗、猫、大白鼠、豚鼠的麻醉，可静脉注射和腹腔注射。一次给药后麻醉持续时间约4～6h或更长，麻醉速度快，麻醉过程平稳，麻醉时对动物呼吸、循环无明显影响。但动物苏醒很慢，仅适用于急性动物实验。
（2）
戊巴比妥钠：该药易溶解于水，其水溶液较稳定，但久置后易析出结晶，稍加碱性溶液则可防止析出结晶。根据实验动物不同，可配置1%～3%的水溶液，由静脉或腹腔注射，一次给药后麻醉维持时间约3～4h，一次补充量不宜超过原药量的1/5.
3.局部麻醉药。常用药物为普鲁卡因、利多卡因或丁卡因。普鲁卡因和利多卡因可注射于局部使用，丁卡因仅用于局部表面滴药或表面涂抹麻醉时。
（二）常用麻醉方法
1.吸入麻醉法。麻醉用药通常为乙醚。吸入麻醉法可分为开放法和封闭法两种。开放法是用脱脂棉浸润乙醚后放入小烧杯内，将小烧杯开口罩于动物口鼻处，让其吸入。封闭法则是将浸有麻醉乙醚的棉球先行防入一封闭容器中，再将动物置于其中让其吸入。两种方法均应密切注意动物反应，特别是观察其呼吸情况，掌握麻醉深度，随时调整麻醉。麻醉不宜过浅或过深，过浅不利于实验的进行，过深则易引起动物死亡。
吸入乙醚麻醉时应注意：①乙醚吸入麻醉中常刺激呼吸道黏膜而产生大量分泌物，易造成呼吸道阻塞，可在麻醉前半小时皮下注射阿托品（0.1ml/kg），以减少分泌物的产生。②乙醚吸入过程中动物挣扎，呼吸变化较大，乙醚吸入量及速度不易掌握，应密切注意动物反应，以防吸入过多。
2.注射麻醉法。麻醉用药通常为乌拉坦或戊巴比妥钠。常用注射麻醉有静脉麻醉和腹腔麻醉。静脉麻醉常用兔耳缘静脉途径。静脉注射麻醉时，一般应将计算用药总量的1/3快速注入（但也不宜过快），这样可使动物迅速渡过兴奋期，且节约时间，其余2/3应缓慢注射，以防麻醉过度。静脉注射过程中，必须密切观察动物的状态，特别是呼吸频率和节律，如呼吸过度减慢或不规则，应暂停或减慢注射，并随时检查动物肌张力和对夹捏肢体皮肤的反应，以判断麻醉深度，直至达到理想麻醉状态。理想麻醉状态的指标包括：动物失去知觉、呼吸深慢平稳，角膜反射消失或极其迟钝，全身肌肉松弛，对夹捏肢体末端的挣扎反应消失或极其迟钝。腹腔麻醉主要用于小动物实验时，如小鼠、豚鼠等，有时也用于犬的麻醉，一般将计算麻醉剂量一次性注入。
注射麻醉时应注意：①手术者必须密切观察动物的呼吸，根据呼吸变化随时改变注射药物的速度。②如用药量已达计算用药总量而动物仍然呼吸急促，夹捏肢体皮肤的反应明显，可继续缓慢加注麻醉药，直到麻醉满意。③如动物呼吸停止，应立即抢救（详见动物实验意外的处理）。④在寒冷条件下麻醉动物常出现体温下降，应注意保温。
3.局部麻醉法。局部麻醉通常用1%普鲁卡因溶液。某些情况下只需局部麻醉时可采用此法，如需动物在清醒状态下进行局部实验时，一般采用在手术部位做皮内注射和皮下组织浸润注射。
（三）常用麻醉药的用量。
四、动物实验意外的处理
机能实验常在实验动物的呼吸、血压、体温等生理指标相对稳定的情况下进行，但是如果在麻醉、手术操作或实验过程中出现严重意外情况时，应立即对实验动物采用急救处理，以保证实验顺利进行。
常见动物实验意外及处理如下：
（一）动物麻醉过量
麻醉过量是由于麻醉剂给药速度过快或剂量过大引起动物生命中枢麻痹，呼吸缓慢且不规则，甚至呼吸、心跳停止的紧急情况，是机能实验中较常见的意外之一。在学生机能实验实际操作中麻醉过量大部分是由于给药速度过快所致。麻醉过量一旦发生，应尽快处理，并根据过量的程度不同采取不同的处理方法。
1.呼吸慢而不规则，血压或脉搏仍正常，一般施以人工呼吸（使用动物人工呼吸机或用双手抓握动物的胸腹部，使其呼气，然后快速放开，使其吸气，频率约每秒一次）或小剂量尼可刹米（可拉明）肌内注射。
2.呼吸停止但仍有心跳时，给苏醒剂并进行人工呼吸。
3.呼吸、心跳均停止，心内注射1：1000肾上腺素1ml，用人工呼吸机进行人工通气，心脏按压（在家兔是用拇指、食指、中指挤压心脏部位），肌内注射苏醒剂，静脉注射50%葡萄糖溶液。
注：常用苏醒剂有：尼可刹米2～5mg/kg；洛贝林0.3～1.0mg/kg；咖啡因1mg/kg；印防己毒素6.5mg/kg（皮下）。
（二）大出血
大出血是机能实验中另一紧急情况。手术过程中动物大出血的原因大部分是由于血管分离时撕裂大血管或手术操作不当误将附近大血管损伤。手术后实验过程中大出血多半是由于血管插管滑脱、血管插管过尖刺破血管壁引起，也可由于手术过程中止血不彻底，动物全身肝素化后引起再次出血。
1.颈部手术时大出血的常见原因及处理
（1）颈部手术时大出血最常见的原因是误伤颈根部颈总动脉或颈外静脉。其处理方法是赶快用纱布压迫出血部位并吸去创面血液，然后去除纱布，看清出血部位，用止血钳夹住出血血管及周围少量组织，然后用丝线结扎出血点。
（2）颈部手术时大出血的另一常见原因是颈总动脉插管结扎不紧，插管滑脱或插管刺破血管壁出血，其处理方法是重新结扎，或止血后重新插管。
2.股动脉、股静脉手术大出血的原因大部分是由于分离股动脉时未注意分枝或操作粗暴引起分枝断裂或股动脉撕裂，少部分是因股静脉撕裂引起。出血后的处理因情况而定。
（1）如果出血发生在远心端，可将出血部位暂时压迫止血，继续向近心端分离一段血管，然后插入血管插管，让原出血点位于远端结扎线与血管插管之间，可达到止血的目的，且不影响实验。
（2）如果出血发生在近心端，用止血钳夹住出血部位并结扎止血，再于对侧肢体分离血管。
其余部位出血的处理与上述大致相似。如果出血致使血压下降，应在止血后再静脉注入温热生理盐水，使血压恢复或接近正常水平。
（三）窒息
窒息是指动物严重缺氧并伴有二氧化碳蓄积的紧急情况，也是机能实验中的常见意外之一。实验动物窒息大部分是由于呼吸道阻塞或半阻塞，其处理方法也因情况而定。
1.如果未做气管插管，动物出现呼吸不通畅，耳、唇发绀，应将动物舌头向一侧拉出，并立即剪开气管。
2.如果已插入气管插管，且因气管插管扭曲，使其斜面贴于气管壁，造成气道阻塞者，将气管插管旋转180°，即可缓解。如果是因气管分泌物过多造成气道阻塞时常有痰鸣音，易于判断，此时，应立即拔管，用裹紧棉花的小棉签轻试去分泌物，使气道通畅，再重新插入气管插管，必要时用动物人工呼吸机通气，使其呼吸恢复正常。
五、实验动物的处死
急性动物实验结束后，应将动物及时处死，处死的原则是使动物迅速死亡。
1.家兔的处死方法。对家兔常用的处死方法有三种：
（1）最常用的处死方法是用注射器向静脉或心脏内注入大量空气，造成广泛空气栓塞，动物立即痉挛、死亡。
（2）结扎家兔气管，使其迅速窒息死亡。
（3）从颈总动脉放血，使其因失血而死亡。
（4）倒提家兔，用木棍用力敲击其后脑致死。
2.小鼠的处死方法。用左手拇指、食指捏住小鼠头部，右手抓住尾部或身体用力后拉，即可使其颈椎脱臼致死。
六、常用生理溶液的配制
（一）常用生理溶液的成分与配制。
生理溶液为用作实验的标本提供必需的生理环境，如电解质、营养物质和氧气。同时，还为生物标本提供必需的渗透压，维持PH值恒定的缓冲系统。常用生理溶液的成分与配制。
（二）配制生理溶液的注意事项
1.生理盐溶液不宜久置，故一般在临用时配制。
2.蒸馏水要新鲜，如储藏期过长，配制前需将蒸馏水煮沸，以驱除CO2.
3.已加入葡萄糖的溶液不能久置，故葡萄糖应在临用时加入。
4.CaCl2溶液需在其他溶液混合并加蒸馏水稀释后，方可边搅拌边逐滴加入，以防产生浑浊和沉淀。
七、常用抗凝剂
1.肝素。肝素钠注射液（2ml/支）含肝素12500U，相当于125mg（即1mg相当于100U）。
（1）体内抗凝：静脉注射剂量为500～1000U。
（2）体外抗凝：吸取1%肝素钠溶液0.1ml于一试管内，转动试管，使其均匀浸润管壁，然后放入80℃左右烘箱中烤干备用，每管可抗凝10ml血液。
2.枸橼酸钠。常用浓度为3.8%，一般按1：9比例（即1份枸橼酸钠：9份血液），可用于红细胞沉降率的测定和相关急性血压实验。不同动物对枸橼酸钠浓度的要求不同，家兔常用5%枸橼酸钠。
3.草酸钾。取10%草酸钾溶液0.2ml于一试管内，均匀的浸润试管管壁，放入80℃烘箱中烤干，备用。
4.草酸钾-草酸铵混合剂
称量草酸钾0.8g，草酸铵1.2g，加蒸馏水至100ml。取0.5ml于试管内，烘干备用。每管可抗凝5ml血液。只适合于测定红细胞比容。
